SYSTEMATICS AND GENOMIC ANALYSIS OF BACTERIA OF THE GENUS AZOTOBACTER

Publications

Share / Export Citation / Email / Print / Text size:

Postępy Mikrobiologii - Advancements of Microbiology

Polish Society of Microbiologists

Subject: Microbiology

GET ALERTS

ISSN: 0079-4252
eISSN: 2545-3149

DESCRIPTION

35
Reader(s)
44
Visit(s)
0
Comment(s)
0
Share(s)

SEARCH WITHIN CONTENT

FIND ARTICLE

Volume / Issue / page

Related articles

VOLUME 60 , ISSUE 4 (December 2021) > List of articles

SYSTEMATICS AND GENOMIC ANALYSIS OF BACTERIA OF THE GENUS AZOTOBACTER

Monika Kozieł * / Anna Gałązka

Keywords : Azotobacter spp., taxonomy, genetic identification, genome sequence

Citation Information : Postępy Mikrobiologii - Advancements of Microbiology. Volume 60, Issue 4, Pages 299-308, DOI: https://doi.org/10.21307/PM-2021.60.4.23

License : (CC-BY-NC-ND 4.0)

Received Date : October-2020 / Accepted: September-2021 / Published Online: 12-January-2022

ARTICLE

ABSTRACT

Bacteria belonging to the genus Azotobacter are the subject of many studies conducted both in Poland and around the world. The interest in this group of bacteria is largely related to their properties being very useful for agriculture. Recent studies are based on advanced molecular methods and genomic sequence of the two species: Azotobacter vinelandii and Azotobacter chroococcum. In 2009, Setubal et al. published the complete genome sequence of Azotobacter vinelandii DJ, while the full sequence of Azotobacter chroococcum 8003 genome was published by Robson et al. in publication from 2015. Both bacteria have a single, circular chromosome of 5,355,318 bp and 5,192,291 bp respectively. Understanding and comparing the genome sequence of Azotobacter vinelandii DJ and Azotobacter chroococcum 8003 answered many questions about the evolution, diversity and location of these bacteria in the environment. The sequencing of a larger number of genomes of other A. chroococcum and A. vinelandii strains would bring many benefits and would help to organize the existing knowledge about them.

Bakterie z rodzaju Azotobacter są przedmiotem wielu badań prowadzonych zarówno w Polsce jak i za granicą. Zainteresowanie tą grupą bakterii w dużej mierze związane jest z ich właściwościami, które mogą być wykorzystywane w rolnictwie. Najnowsze badania opierają się na zaawansowanych metodach molekularnych i bazują na poznanej sekwencji genomów dwóch gatunków: Azotobacter vinelandii i Azotobacter chroococcum. W 2009 roku Setubal i in. opublikowali pełną sekwencję genomu Azotobacter vinelandii DJ, z kolei pełną sekwencję genomu Azotobacter chroococcum 8003 opublikowali Robson i in. w pracy z 2015 roku. Obie bakterie mają pojedynczy, kolisty chromosom o wielkości odpowiednio 5,365,318 pz. i 5,192,291 pz. Poznanie i porównanie sekwencji genomów Azotobacter vinelandii DJ i Azotobacter chroococcum 8003 pozwoliło odpowiedzieć na wiele pytań dotyczących ewolucji, różnorodności i miejsca tych bakterii w środowisku. Zsekwencjonowanie większej liczby genomów innych szczepów A. chroococcum i A. vinelandii przyniosłoby wiele korzyści i pozwoliłoby uporządkować dotychczasową wiedzę na ich temat.

Graphical ABSTRACT

1. Wstęp

Azotobacter spp. to wolno-żyjące, ściśle aerobowe, heterotroficzne bakterie Gram-ujemne. Należą one do rodziny Pseudomonadaceae, zaliczanej do klasy γ-Proteobacteria. W 1901 roku Martinus Beijerinck wyizolował, oznaczył i opisał pierwszy gatunek należący do tego rodzaju taksonomicznego – Azotobacter chroococcum [82]. Obecnie rodzaj ten grupuje łącznie osiem gatunków. Thompson i Skerman [84] przeprowadzili pierwsze szczegółowe badania taksonomiczne i ekologiczne Azotobacter spp., obejmujące również analizę wielu właściwości morfologicznych, fizjologicznych i biochemicznych tych bakterii. Azotobacter spp. charakteryzuje wiele ciekawych cech, takich jak zdolność do wiązania azotu atmosferycznego [56], wytwarzanie odpornych na wysychanie cyst [82], produkcja licznych związków stymulujących wzrost i rozwój roślin (np. auksyn, cytokin, giberelin, witamin, czy sideroforów) [1, 3, 5, 23, 47, 70], a także produkcja polihydroksymaślanu [22, 57, 61, 71, 79] i zewnątrzkomórkowych polisacharydów (tj. alginianów, celulozy).

Bakterie Azotobacter sp. były wielokrotnie wykorzystywane jako organizmy modelowe w badaniach niektórych podstawowych procesów życiowych, np. procesów wykorzystywania różnych źródeł węgla i energii (węglowodany, kwasy organiczne, alkohole), procesów oddychania komórkowego (cykl kwasów trikarboksylowych, łańcuch transportu elektronów), biosyntezy nitrogenezy i regulacji wiązania azotu atmosferycznego, procesów wytwarzania cyst, produkcji pigmentów czy zdolności poruszania się [53, 68]. Badania prowadzone z udziałem Azotobacter vinelandii i A. chroococcum pozwoliły na lepsze zrozumienie fizjologicznych, biochemicznych i genetycznych podstaw wiązania N2 i metabolizmu H2 [8, 32, 34].

Przedstawiciele Azotobacter spp. zasiedlają wiele środowisk, takich jak: gleba, woda, osady ściekowe, ryzosfera i fyllosfera roślin. Bakterie te występują w różnych strefach klimatycznych, liczne szczepy izolowane są nawet z rejonów tropikalnych i polarnych [4, 6, 18, 27]. Preferują one gleby o odczynie neutralnym i lekko zasadowym, natomiast rzadko występują w glebach kwaśnych o pH poniżej 6 [49, 51]. Zaobserwowano, że występowanie i liczebność populacji tej grupy bakterii jest często skorelowana z innymi czynnikami środowiskowymi, tj. właściwościami gleby (np. zawartością materii organicznej, wilgotnością, żyznością, stosunkiem C/N, pH) i warunkami klimatycznymi [83].

Zainteresowanie badaczy od dawna budzi ekologiczna rola Azotobacter spp. oraz możliwość praktycznego wykorzystania tych bakterii w wytwarzaniu biopreparatów stosowanych jako nawozy. Wyniki badań potwierdzają, że inokulacja nasion bakteriami Azotobacter spp. zwiększa wydajność plonowania roślin uprawnych, w tym: kukurydzy [25], pszenicy [9, 38] i ryżu [33]. Prowadzone są również badania molekularne Azotobacter spp., w których planowaniu pomocne są poznane sekwencje genomów szczepów A. vinelandii i A. chroococcum [68, 73]. Aspekty związane z genomiką bakterii z rodzaju Azotobacter zostały dość szczegółowo opisane w literaturze [35, 64, 68, 73, 74].

Niniejsza praca systematyzuje aktualne doniesienia z zakresu taksonomii i genomiki Azotobacter spp., a także przedstawia, w syntetycznej formie, aktualny stan wiedzy w tym zakresie.

2. Pozycja taksonomiczna Azotobacter spp.

Rodzaj Azotobacter pierwotnie zaliczono do rodziny Azotobacteraceae [76], jednak po przeprowadzeniu szczegółowych analiz filogenetycznych został on przeklasyfikowany do rodziny Pseudomonadaceae [36]. W obrębie rodzaju Azotobacter wyróżniono 8 gatunków i 4 podgatunki:

  • Azotobacter armeniacus [84],

  • Azotobacter beijerinckii [44],

  • Azotobacter bryophylli [45],

  • Azotobacter chroococcum [10] (subsp. chroococcum [29] i subsp. isscasi [29]),

  • Azotobacter nigricans [39] (subsp. achromogenes [84] i subsp. nigricans [24]),

  • Azotobacter paspali [17],

  • Azotobacter salinestris [56],

  • Azotobacter vinelandii [43].

Spośród wyżej wymienionych gatunków, Azotobacter chroococcum jest najbardziej rozpowszechniony w glebach całego świata i dominuje on również w glebach Polski [19, 41, 48]. Kolonie tych bakterii mają nieregularny kształt, wzniesienie wypukłe, są śluzowate, dość duże, a po kilkudniowej hodowli na podłożu stałym zmieniają barwę na ciemną, co związane jest z produkcją ciemnobrunatnego pigmentu melaninowego. Komórki bakterii A. chroococcum są ruchliwe dzięki obecności peritrichalnych rzęsek [3, 82]. Innymi gatunkami bakterii rodzaju Azotobacter występującymi tylko w glebach są Azotobacter beijerinkii, A. nigricans oraz A. salinestris, z czego dwa pierwsze są nieruchliwe. Komórki Azotobacter beijerinkii tworzą gładkie kolonie, większe od kolonii A. chroococcum, Ponadto, wytwarzają nieprzenikający do podłoża pigment o barwie od żółtej do jasnobrązowej [82]. Azotobacter nigricans również tworzy gładkie kolonie i wytwarza pigment o barwie od brązowo-czarnej do czerwono-fioletowej [82]. Z kolei gatunek A. salinestris wytwarza ciemnobrunatny pigment niedyfundujący do podłoża [56]. Bakterie tego gatunku rosną w postaci dużych, owalnych kolonii o nieregularnych brzegach. Poruszają się za pomocą peritrichalnie ułożonych rzęsek. Podczas aktywnego wzrostu komórki mogą występować w parach, czasami tworzą różnej długości łańcuchy. Gatunek ten wyizolowany został z lekko kwaśnych gleb zachodniej Kanady.

Bakterie klasyfikowane w obrębie rodzaju Azotobacter spotykane są również w wodach. Gatunkami występującymi zarówno w glebie, jak i w wodzie są A. armeniacus i A. vinelandii. Oba gatunki poruszają się za pomocą peritrichalnie ułożonych rzęsek. A. armeniacus rośnie w postaci dużych, gładkich, wypukłych, błyszczących i śluzowatych kolonii. Gatunek ten wytwarza brązowo-czarny barwnik niedyfundujący do podłoża [3, 82]. Z kolei kolonie wytwarzane przez A. vinelandii są okrągłe, słabo śluzowate, mniejsze w porównaniu z komórkami A. chroococcum. Gatunek ten wytwarza żółto-zielony fluoryzujący pigment dyfundujący do podłoża [3, 82].

Nietypowym środowiskiem występowania bakterii Azotobacter jest ryzosfera trawy gatunku Paspalum notatum [3, 82]. Występuje tam gatunek Azotobacter paspali poruszający się za pomocą peritrichalnych rzęsek. Na podłożach stałych tworzy kolonie szorstkie, matowe z pofalowanymi brzegami. Bakterie należące do tego gatunku są zdolne do produkcji brązowo-czarnego pigmentu i występują jedynie w ryzosferze trawy

Najpóźniej poznany gatunek rodzaju Azotobacter to A. bryophylli, który został opisany przez Liu i wsp. w 2019 roku [45]. Szczep typowy dla tego gatunku to A. bryophylli L461T, wyizolowano w Chinach z liści rośliny żyworódki pierzastej (Bryophyllum pinnatum). W przeciwieństwie do większości przedstawicieli rodzaju Azotobacter, A. bryophylli L461T nie produkuje żadnego pigmentu. Szczep ten wykorzystuje jako źródło węgla i energii m.in.: L-arabinozę, ester metylowy kwasu pirogronowego, kwas α-ketoglutarowy, mleczan, kwas bursztynowy i kwas bromobursztynowy, a ponadto wykazuje oporność na spektynomycynę, streptomycynę, chloramfenikol, tetracyklinę, cefotaksym i karbenicylinę. Zawartość par zasad G + C w sekwencji nukleotydowej genomu szczepu L461T wynosi 64,9 mol%, co mieści się w zakresie charakterystycznym dla rodzaju Azotobacter (63–67,5 mol%) [84].

Ostatnie lata pokazują, iż bakterie Azotobacter spp. są nadal ważnym przedmiotem wieloaspektowych badań, a charakterystyka nowo wyizolowanego gatunku, A. bryophylli poszerza wiedzę na temat tych bakterii.

2.1. Bliskie pokrewieństwo bakterii z rodzajów Azotobacter i Pseudomonas

Bakterie z rodzajów Azotobacter i Pseudomonas charakteryzuje duża plastyczność struktury genomów oraz zdolność adaptacji do różnych warunków bytowania. Bakterie te nie tylko zasiedlają podobne środowiska, lecz również mają wiele wspólnych cech, czego przykładem jest zdolność do wiązania azotu atmosferycznego i produkcji alginianu [12, 88]. Pierwotnie uważano, że bakterie należące do rodzaju Pseudomonas nie wiążą azotu [58], jednak w toku badań wykazano, że niektóre szczepy mają tę zdolność, a geny odpowiedzialne za ten proces są bardzo podobne do genów występujących u A. vinelandii [88, 90]. Alginiany wytwarzane są zarówno przez bakterie Azotobacter spp., jak i przez kilka gatunków z rodzaju Pseudomonas, a przykład stanowi Pseudomonas aeruginosa, u którego alginiany są produktem ubocznym metabolizmu i odkładane są w płucach ludzi chorych na mukowiscydozę [26]. Do cech odróżniających te dwa rodzaje można zaliczyć morfologię i ruchliwość komórek [58]. Pewne różnice w fenotypach tych bakterii wynikają prawdopodobnie ze specyficznych właściwości adaptacyjnych, na co wskazuje obecność w genomach pokrewnych zestawów genów metabolizmu podstawowego oraz genów konserwatywnych, zachowanych w obu grupach bakterii w toku ewolucji [90].

Tabela I

Cechy charakterystyczne dla genomów Azotobacter vinelandii DJ i Pseudomonas stutzeri A1501

10.21307_PM-2021.60.4.23-tbl1.jpg

Liczne badania, oparte m.in. na analizach sekwencji genów metabolizmu podstawowego i genu 16S rRNA bakterii potwierdzają bliskie pokrewieństwo rodzajów Azotobacter i Pseudomonas. Rediers i wsp. [64] badali zależności filogenetyczne pomiędzy A. vinelandii a bakteriami z rodzaju Pseudomonas, opierając się na wynikach sekwencjonowania fragmentu genu 16S rRNA tych bakterii. Na podstawie uzyskanych danych stwierdzono, że szczep A. vinelandii OP należy do tej samej grupy genetycznej co Pseudomonas aeruginosa PAO1, a poziom identyczności sekwencji badanego fragmentu genu 16S rRNA obu szczepów wynosił 96%. Anzai i wsp. [2] na podstawie wyników uzyskanych z podobnych analiz również odnotowali bliskie pokrewieństwo bakterii Azotobacter spp. i Pseudomonas spp. Young i Park [90] analizując sekwencje genów 16S rRNA tych bakterii zauważyli, że badane gatunki Azotobacter (A. beijerinckii, A. chroococcum, A. paspali i A. vinelandii) są najbliżej spokrewnione z P. aeruginosa i P. resinovoran. Co więcej, analiza sekwencji genów atpD, carA i recA wykazała, że szczepy należące do rodzaju Azotobacter stanowią pojedynczą, niejednorodną grupę na drzewie filogenetycznym, bardzo blisko spokrewnioną z ww. gatunkami. Do podobnych wniosków doszli Özen i Ussery [55], którzy przeprowadzili szczegółowe analizy porównawcze stopnia genetycznego podobieństwa pomiędzy A. vinelandii, a szczepami bakterii z rodzaju Pseudomonas. Wyniki tych analiz potwierdziły, że wysoki poziom podobieństwa pomiędzy szczepami może świadczyć o przynależności tego gatunku do rodzaju Pseudomonas. Setubal i wsp. [73] opierając się na wynikach analiz filogenetycznych i poznanej sekwencji genomu A. vinelandii DJ wykazali, że gatunek ten jest najbliżej spokrewniony z bakteriami z rodziny Pseudomonadaceae, a najbliższym krewnym okazał się gatunek wiążący azot atmosferyczny – Pseudomonas stutzeri A1501. W 2015 roku Setubal i Almeida [74], wykorzystując zdeponowane w bazie GenBank sekwencje genomowe wybranych szczepów bakterii z rodzaju Azotobacter i Pseudomonas, uzyskali drzewa filogenetyczne obrazujące genetyczne podobieństwo pomiędzy badanymi szczepami. Analiza uzyskanych dendrogramów wyraźnie pokazała, że bakterie z rodzaju Azotobacter tworzą odrębną grupę genetyczną. Bliskie pokrewieństwo bakterii należących do rodzajów Azotobacter oraz Pseudomonas potwierdziła również niedawno wykonana analiza porównawcza sekwencji genu 16S rRNA szczepu Azotobacter bryophylli L461T. Wykazano jej najwyższe podobieństwo (97,82%) do homologicznej sekwencji A. beijerinckii JCM 20725T, a także A. chroococcum ATCC 9043T (97,34%), Pseudomonas guguanensis CC-G9AT (96,84%), Pseudomonas panipatensis Esp-1T (96,77%), A. paspali ATCC 23833T (96,16%) i A. nigricans subsp. nigricans IAM 15005T (95,98%). Wyniki przeprowadzonych analiz wskazują, że szczep A. bryophylli L461Tusytuowany jest na oddzielnej gałęzi drzewa filogenetycznego rodzaju Azotobacter, w bliskim sąsiedztwie A. beijerinckii JCM 20725T i A. chroococcum ATCC 9043T [45]. Wyniki te wskazują także na bliskie pokrewieństwo bakterii z rodzajów Azotobacter i Pseudomonas, które klasyfikowane są wspólnie w rodzinie Pseudomonadaceae.

2.2. Metody molekularne porównywania i grupowa nia bakterii w obrębie rodzaju/gatunków Azotobacter

Szybki rozwój metod biologii molekularnej przyczynił się do usprawnienia procesu identyfikacji mikroorganizmów, w tym także bakterii z rodzaju Azotobacter. Autorzy publikacji naukowych, wykorzystując różne metody molekularne, podejmują próby identyfikacji i oceny zróżnicowania genetycznego szczepów bakterii Azotobacter spp. izolowanych z próbek środowiskowych.

W roku 2012 Lenart [41] zbadała zróżnicowanie genetyczne 43 szczepów bakterii, wstępnie zaklasyfikowanych do gatunku Azotobacter chroococcum, wyizolowanych ze 100 próbek glebowych pobranych na terenie województwa małopolskiego i śląskiego. W celu potwierdzenia pozycji taksonomicznej tych izolatów przeprowadzono analizę restrykcyjną bakteryjnego regionu ITS (internal transcribed spacer) położonego między genami 16S i 23S rRNA. Wykorzystano technikę ITS-RFLP (ITS Restriction Fragment Length Polymorphism). Analiza restrykcyjna amplifikowanych fragmentów 16S-23S rDNA badanych szczepów nie wykazała jednak zróżnicowania izolatów, zatem, wykorzystano dwie inne metody genetycznego odcisku palca (fingerprinting) – PCR MP (PCR Melting Profile) i RAPD (Random Amplified Polymorphic DNA). Metody te bardzo często stosowane są w ocenie zmienności mikroorganizmów, a do ich zalet można zaliczyć: wysoką siłę dyskryminacji, powtarzalność i łatwość interpretacji wyników. Wyniki uzyskane tymi metodami okazały się porównywalne i wykazały wysoki stopień zróżnicowania bakterii A. chroococcum. Porównując technikę ITS-RFLP z metodami typowania genetycznego – MP PCR oraz RAPD stwierdzono, że dwie ostatnie metody są bardziej użyteczne w przypadku różnicowania wewnątrzgatunkowego A. chroococcum, natomiast pierwsza z wymienionych może być stosowana do szybkiej identyfikacji tych bakterii na poziomie gatunku.

W 2014 roku Lenart-Boroń i wsp. [42] określili przynależność gatunkową szczepów Azotobacter spp. wyizolowanych z gleb przemysłowych i rolniczych pobranych z terenów Nowej Huty w Krakowie. Identyfikacja taksonomiczna izolatów wykazała obecność w pobranych próbkach glebowych trzech gatunków – A. chroococcum, A. salinestris i A. vinelandii. Różnorodność bakterii należących do wyżej wymienionych gatunków określono przy użyciu metod – RAPD i Rep-PCR (BOX). Przeprowadzone badania wykazały wysokie zróżnicowanie wewnątrzgatunkowe bakterii. Metodę RAPD wykorzystali również w swoich badaniach Marwa i wsp. [50], w celu oceny stopnia zróżnicowania szczepów A. chroococcum wyizolowanych w Egipcie. Zastosowanie tej metody pozwoliło na określenie stopnia genetycznego podobieństwa pomiędzy wyizolowanymi szczepami A. chroococcum, a także szczepem referencyjnym użytym w doświadczeniu. Z kolei metodę Rep-PCR wykorzystali Rubio i wsp. [69]. Potwierdzili, iż Rep-PCR jest odpowiednią metodą do klasyfikacji taksonomicznej izolatów Azotobacter spp. i oceny różnorodności genetycznej pomiędzy gatunkami A. chroococcum, A. salinestris i A. armeniacus.

Kolejną metodą służącą do określenia zróżnicowania szczepów Azotobacter spp. jest technika ARDRA (Amplified Ribosomal DNA Restriction Analysis) zastosowana w 2014 roku przez Mazinani i Asgharzadeh [51]. Materiałem do badań była gleba ryzosferowa pobrana na terenach środkowego Iranu. Na podstawie uzyskanych wyników, naukowcy stwierdzili, że metoda ARDRA, charakteryzująca się odpowiednio wysoką siłą dyskryminacji, jest użyteczna do identyfikacji bakterii z rodzaju Azotobacter, a także do oceny poziomu podobieństwa pomiędzy wyodrębnionymi grupami genetycznymi. Wykorzystując tę metodę również Aquilanti i wsp. [3] określili przynależność gatunkową 196 szczepów bakterii wyizolowanych z 35 próbek glebowych pobranych we Włoszech. Zastosowanie dwóch enzymów restrykcyjnych, RsaI i HhaI, pozwoliło na wyraźne zróżnicowanie wszystkich badanych szczepów bakterii na podstawie porównania profili genetycznych charakterystycznych dla poszczególnych gatunków. Otrzymane wyniki pozwoliły stwierdzić, że wśród wyizolowanych bakterii przeważał gatunek A. chroococcum. Tę samą metodę zastosowali ponownie Aquilanti i wsp. [4] do oceny zmienności 76 szczepów środowiskowych. W obrębie analizowanych bakterii znalazło się 28 szczepów referencyjnych z rodzajów: Azotobacter, Azomonas, Azospirillum, Beijerinckia, Agrobacterium, Rhizobium, Sinorhizobium i Pseudomonas, a także 48 izolatów pozyskanych z gleb środkowych Włoch. Analizując dendrogram wykreślony na podstawie wyników uzyskanych z wykorzystaniem metody ARDRA, naukowcy zaobserwowali wyraźne podobieństwo między rodzajami: Azotobacter, Azomonas, Azospirillum i Beijerinckia. Gatunkami najbardziej podobnymi w obrębie rodzaju Azotobacter okazały się: A. vinelandii i A. paspali. Jiménez i wsp. [28] również wykorzystali technikę ARDRA do identyfikacji i oceny zróżnicowania genetycznego szczepów bakterii należących do rodzaju Azotobacter wyizolowanych z gleb spod upraw warzyw w Kolumbii.

W roku 2020 ukazała się praca Khosravi i Dolatabad [37], w której porównano kilka metod molekularnych oznaczania różnorodności bakterii. Analizie poddano 12 izolatów Azotobacter spp. zaliczonych na podstawie cech morfologicznych i fizjologicznych, do gatunku A. chroococcum. Badania wykonano z użyciem technik: Rep-PCR, ERIC-PCR, BOX-PCR, a także ARDRA, z zastosowaniem 3 enzymów restrykcyjnych HpaII, RsaI i AluI. Na podstawie przeprowadzonych analiz stwierdzono, że tylko 4 z 12 izolatów należą do gatunku A. chroococcum, a pozostałe zidentyfikowano jako A. salinestris. Wykazano, że trawienie regionu 16S rDNA enzymem restrykcyjnym HpaII pozwala na rozróżnienie tych gatunków. Ponadto metody Rep-PCR i BOX-PCR skutecznie różniły A. chroococcum i A. salinestris. Markery BOX i REP pozwoliły także zróżnicować izolaty należące do tego samego gatunku, dlatego zalecane są do określania zmienności wewnątrzgatunkowej A. chroococcum i A. salinestris.

Jeszcze jedną, często stosowaną metodą służącą do identyfikacji i sprawdzania stopnia genetyczne podobieństwa między szczepami Azotobacter spp., jest sekwencjonowanie genu 16S rRNA. Obele i wsp. [54] wyizolowali i zidentyfikowali przy użyciu standardowych metod mikrobiologicznych 8 szczepów z rodzaju Azotobacter. Analiza sekwencji genu 16S rRNA jednego z nich wykazała 96% stopień podobieństwo genetycznego w stosunku do szczepu referencyjnego A. chroococcum zdeponowanego w bazie RDP Gen Bank. Z kolei, Liu i wsp. [45] bazując na wynikach sekwencjonowania genów 16S rRNA znanych gatunków bakterii należących do rodzaju Azotobacter i Pseudomonas określili poziom podobieństwa genetycznego pomiędzy tymi bakteriami, a nowo wyizolowanym gatunkiem A. bryophylli.

Dynamiczny rozwój technik biologii molekularnej przyczynia się do ciągłego rozwoju i udoskonalania metod typowania molekularnego. Wśród opisywanych w literaturze metod różnicowania bakterii Azotobacter spp. trudno jest znaleźć metodę idealną. Z badań wynika, że najlepsze rezultaty można otrzymać stosując jednocześnie dwie lub trzy metody molekularnego odcisku palca. Do najważniejszych parametrów, którymi powinny charakteryzować się metody genotypowania należą: duża moc dyskryminacyjna, jednoznaczność otrzymanych wyników, prostota wykonania, szybkość wykonania oraz powtarzalność wyników [40].

3. Analizy genomiczne przedstawicieli Azotobacter spp. – szczepów Azotobacter vinelandii DJ i Azotobacter chroococcum 8003

Pełną sekwencję genomu bakterii należących do rodzaju Azotobacter poznano jedynie dla dwóch gatunków – A. chroococcum, szczep NCIMB 8003 i A. vinelandii, szczep DJ. Dokładne poznanie i porównanie sekwencji genomów tych szczepów dostarczyło wielu ciekawych informacji na temat ewolucji i zróżnicowania tej grupy bakterii.

3.1. Porównanie genomów szczepów Azotobacter vinelandii DJ i Azotobacter chroococcum 8003

Gatunek A. vinelandii od wielu lat jest przedmiotem badań i można go uznać za modelowy mikroorganizm w badaniach nad biochemią wiązania N2, strukturą przestrzenną i funkcjonowaniem nitrogenazy oraz genetyczną regulacją biologicznego wiązania azotu atmosferycznego [53, 59]. Aktualnie prowadzone badania bazujące na metodach molekularnych opierają się na poznanej w roku 2009 pełnej sekwencji genomu A. vinelandii DJ [73, 74]. Szczep ten ma pojedynczy, kolisty chromosom o wielkości 5 365 318 pz. Chromosom A. vinelandii DJ zawiera 6 kompletnych operonów rRNA, a także 64 genów tRNA. Zawartość par zasad G+C w sekwencji nukleotydowej chromosomu wynosi 65,7%. Badania genomu A. vinelandii DJ pozwoliły jak dotąd zidentyfikować 5051 genów kodujących białka spośród których 46% wykazuje podobieństwo do genów Pseudomonas stutzeri A1501 [73, 74].

Z kolei przedstawiciel gatunku Azotobacter chroococcum, szczep A. chroococcum NCIMB 8003, został wyizolowany w USA w 1934 roku [77]. Pierwsze badania, w których wykorzystano ten szczep, dotyczyły zapotrzebowania bakterii z rodzaju Azotobacter na pierwiastki śladowe [78]. Szczep ten został szczegółowo opisany przez Thomsona i Skermana [84] i jest prawdopodobnie najlepiej dotąd scharakteryzowanym szczepem gatunku A. chroococcum. Wykorzystany został w badaniach nad budową i funkcjonowaniem nitrogenazy zawierającej jako kofaktor molibden [30, 31, 89] i wanad [66, 67], poznaniem fizjologicznych mechanizmów chroniących nitrogenazę przed szkodliwym wpływem O2 in vivo [14, 15, 20, 62, 65], syntezą poli-β-hydroksymaślanu [80] oraz syntezą alginanu [60]. W 2015 roku Robson i wsp. [68] opublikowali pełną sekwencję genomu A. chroococcum NCMIB 8003 (ATTC 4412). Genom tej bakterii składa się z 7 kolistych replikonów o sumarycznej wielkości 5 192 291 pz obejmujących: kolisty chromosom (4 591 803 pz) oraz sześć plazmidów oznaczonych symbolami pAcX50 a-f o wielkości w zakresie od 10 kb do 311,7 kb. Chromosom A. chroococcum NCIMB 8003 zawiera 6 kompletnych operonów rRNA, podobnie jak chromosom A. vinelandii DJ, a także 66 genów tRNA, zatem o dwa więcej niż omawiany szczep A. vinelandii (jeden z tych genów znajduje się w obrębie profaga). Zawartość par zasad G+C w sekwencji nukleotydowej chromosomu wynosi 66,27%, natomiast w przypadku plazmidów zawiera się w zakresie od 58,12% do 62,67%. Wyróżniono 4 628 genów kodujących białka spośród których 568 (12,2%) to geny plazmidowe. Około 65% genomu (3 048 genów kodujących białka) wykazuje wysoki stopień identyczności sekwencji (85%) z sekwencją genów A. vinelandii DJ, a około 23% genomu (1 071 genów kodujących białka) wykazuje podobieństwa z genami różnych gatunków z rodzaju Pseudomonas, 43 geny z gatunkami z rodzaju Burkholderia i mniejsza liczba genów z przedstawicielami rodzajów: Halomonas, Escherichia, Azoarcus, Singulospharea, Aromatoleum, Ralstonia, Cuprividus, Polaromas i Acidovorax [68].

Tabela II

Porównanie genomów Azotobacter chroococcum 8003 i Azotobacter vinelandii DJ

10.21307_PM-2021.60.4.23-tbl2.jpg

W wyniku analizy porównawczej dwóch dostępnych sekwencji genomowych stwierdzono, że genom rdzeniowy, wspólny dla obu Azotobacter spp., obejmuje około 3000 genów. W genomie A. vinelandii DJ znajduje się około 2000 genów unikatowych dla tego szczepu, które nie występują w NCIMB 8003, a w genomie A. chroococcum NCIMB 8003 takich specyficznych dla szczepu genów jest nieco mniej – 1700. Genom rdzeniowy obejmuje geny niezbędne dla przebiegu wielu szlaków metabolicznych, zawiera również geny odpowiadające za charakterystyczne cechy fenotypowe Azotobacter spp., np. determinujące zakres wykorzystanych przez te bakterie źródeł węgla i energii, a także wysoce konserwatywne i dobrze przebadane grupy genów nif i vnf kodujące nitrogenazę, odpowiednio, typu I i II. Geny te usytuowane są w kilku regionach genomów tych bakterii. A. vinelandii posiada również geny anf, specyficzne dla nitrogenazy III, zawierającej jako kofaktor tylko jony żelaza [68].

3.2. Ruchome elementy genetyczne szczepów Azotobacter vinelandii DJ i Azotobacter chroococcum 8003

Szczep Azotobacter vinelandii DJ nie zawiera plazmidów. Nie należy jednak wykluczyć, iż gatunek pozbawiony jest całkowicie plazmidomu, ponieważ w roku 1988 badacze Maia i wsp. [46] z wykorzystaniem 32 szczepów A. vinelandii wykazali, że w 6 z nich występowały plazmidy, o wielkości w zakresie od 13 kb do 78 kb. Z kolei, w genomie A. chroococcum NCIMB 8003 występuje duża liczba różnorodnych plazmidow oraz elementów transpozycyjnych – sekwencji inercyjnych (IS) i transpozonów (Tn). Badając fragmenty IS w ponad 100 genomach bakteryjnych Touchon i Rocha [87] doszli do wniosku, że wielkość genomu i warunki środowiskowe, były głównymi czynnikami, które pozytywnie korelowały z liczbą IS w genomach bakteryjnych. Potwierdziło to fakt, że rodziny IS nie są na ogół specyficzne dla danego taksonu bakterii i są często nabywane oraz tracone w toku ewolucji. Elementy te mogą odgrywać istotną rolę w determinowaniu zmienności i ewolucji genomu poprzez promowanie rearanżacji i mutacji, np. typu delecji i duplikacji [75]. Inne badania wykazały, iż w obrębie ruchomych elementów genetycznych Azotobacter mogą występować takie, których aktywność prowadzi do powstania białek lub związków, wydalanych przez bakterie do środowiska. Może to mieć korzystny lub szkodliwy wpływ na inne współwystępujące organizmy [63]. Na przykład występowanie na plazmidzie pAcX50f szczepu NCIMB 8003 genów kompletnego szlaku syntezy pierścienia korynowego może być korzystne nie tylko dla komórek gospodarza, lecz także, dla organizmów, które muszą pozyskiwać witaminę B12 ze środowiska. El-Essawy i wsp. [21] opisali naturalny szczep A. chroococcum nadprodukujący witaminę B12. Warto również zauważyć, że obecność zależnej od witaminy B12 reduktazy rybonukleotydowej, zarówno w genomie A. chroococcum NCIMB 8003, jak i A. vinelandii DJ, a także w genomach 3 z 8 gatunków bakterii z rodzaju Pseudomonas [91], mogłoby umożliwić syntezę deoksyrybonukleotydów, zwłaszcza w warunkach tlenowych [86], co dodatkowo potwierdza, że bakterie należące do rodzaju Azotobacter są typowymi aerobami [73].

Analiza plazmidomu szczepu A. chroococcum NCIMB 8003 wykazała, że w większości przypadków geny plazmidowe kodują białka podobne do tych, spotykanych u bakterii z rodzaju Pseudomonas. Jedynie plazmid pAcX50c wykazał cechy charakterystyczne dla plazmidów spotykanych u bakterii Burkholderia. Wielkości plazmidów wahają się od największego pAcX50f, 311 724 pz, zawierającego 292 geny kodujące białka, do najmniejszego pAcX50a, 10 435 pz, na którym zlokalizowano 9 genów kodujących białka.

3.3. Charakterystyka wybranych genów szczepów Azotobacter vinelandii DJ i Azotobacter chroococcum 8003

Najszerzej scharakteryzowaną grupą genów występujących u przedstawicieli rodzaju Azotobacter są geny związane z mechanizmem wiązania azotu atmosferycznego [13, 16, 52, 68, 85]. Enzymem mającym decydujące znaczenie w tym procesie jest nitrogenaza. A. vinelandii może wytwarzać aż trzy rodzaje nitrogenazy, w zależności od warunków środowiskowych:

  • nitrogenazę I (geny nifD, nifK, nifH), zawierającą koenzym Fe-Mo-Co (jest wytwarzana, gdy w środowisku występują jony molibdenu),

  • nitrogenazę II (geny vnfD, vnfK, vnfH), zawierającą jako kofaktor Fe-V-Co (powstaje w warunkach deficytu molibdenu, gdzie pierwiastek ten zastępowany jest cząsteczką wanadu),

  • nitrogenazę III (geny anfD, anfK, anfH), w której kofaktorem jest jedynie jony żelaza [7].

W wyniku porównania pełnej sekwencji genomów szczepów A. chroococcm NCIMB 8003 i A. vinelandii DJ stwierdzono, iż geny anf są specyficzne jedynie dla szczepu DJ. Z kolei geny nif A. chroococcum 8003 wykazują wysoki stopień identyczności sekwencji z sekwencją genów A. vinelandii DJ, a jedną z różnic jest obecność w genomie szczepu 8003 genu kodującego ferrodoksynę 4Fe-4S. Poza strukturalnymi genami kodującymi reduktazę dinitrogenazy (nifH) i dinitrogenazę (nifD, nifK), do istotnych genów nif należą geny regulatorowe nifL i nifA oraz geny biorące udział w transporcie molibdenu i biosyntezie kofaktora nitrogenazy (nifB, nifQ) [68]. Wśród genów związanych z aktywnością nitrogenazy znalazły się również geny alg kodujące alginiany. Alginiany odgrywają istotną rolę w ochronie nitrogenazy przed szkodliwym wpływem tlenu oraz w procesie tworzenia cyst [11, 71, 72]. W genomach obu szczepów potwierdzono obecność 12 genów alg uczestniczących w syntezie alginianu, liniowego kopolimeru kwasu β-D-mannuronowego i kwasu α-L-guluronowego. W przypadku A.vinelandii DJ, siedem spośród tych genów koduje epimerazy mannuronanowe C-5 (algE1, algE2, algE3, algE4, algE5, algE6 i algE7), które modyfikują polimer poza komórkami bakterii. Z kolei pięć innych genów koduje regulatory syntezy alginianu (algR, algB, algP, algQ i amrZ). W genomie A. chroococcum NCIMB 8003 wykryto jedynie cztery geny algE (algE1, algE2, algE3 i algE4). Do innych regulatorów syntezy alginianu należą: operon algU-mucABCD, geny proteazy algW, mucP i prc oraz gen cyklazy diguanylanowej mucR [73]. Geny mucABCD są takie same u obu szczepów, natomiast w genie algU A. vinelandii DJ wykryto sekwencję insercyjną o długości około 1 kb zlokalizowaną blisko regionu kodującego N-terminalny region białka [68].

Inną ważną grupą genów występujących u omawianych szczepów bakterii, są geny zaangażowane w produkcję sideroforów biorących udział w wychwytywaniu żelaza. Pozyskiwanie Fe ze środowiska jest ważnym czynnikiem wpływającym na wzrost i rozwój drobnoustrojów, w tym także tych z rodzaju Azotobacter [52]. A. vinelandii w warunkach niedoboru żelaza w środowisku wydziela żółtozielone fluorescencyjne siderofory (azotobaktynę), należące do rodziny piowerdyn [16]. Szczepy A. vinelandii DJ są również znane z produkcji różnych sideroforów katecholowych [13, 85]. Z kolei w genomie A. chroococcum NCIMB 8003 nie wykryto genów odpowiadających genom ent A. vinelandii DJ, co świadczy o tym, że szczep ten nie wytwarza sideroforu typu katecholowego. Warto jednak zauważyć, że w genomach obu szczepów obecny jest wysoce konserwatywny zespół pięciu genów, wykazujących wysoki stopień homologii do genów operonu pvsABCDE odpowiedzialnych za syntezę sideroforu polihydroksykarboksylanu, zwanego u Vibrio parahaemolyticu vibrioferyną [81]. Synteza azotobaktyny jest determinowana przez grupę 12 genów pvd o sumarycznej długości ok. 60 kb. W tej grupie genów występują geny kodujące: cztery nierybosomalne syntetazy peptydowe, 6-monoxygenazę ornityny, tioesterazę, transaminazę diaminomaślano-2-oksoglutaranową, receptor sideroforowy TonB, regulator transkrypcji z rodziny TauD/TfdA i czynnik głodu żelazowego PvdS [68].

Szczep A. chroococcum NCIMB 8003 nie wytwarza fluorescencyjnych sideroforów. Genom NCIMB 8003 zawiera jednak kilka zespołów genów potencjalnie zaangażowanych w produkcję sideroforów. Największy z nich (41 kb) obejmuje 19 genów chromosomalnych, kodujących białka, które prawdopodobnie biorą udział w tworzeniu sideroforu podobnego do piowerdyny. Klaster ten zawiera geny dla: czterech nierybosomalnych syntetaz peptydowych, syntazy poliketydowej, tioesterazy, dwóch transporterów wypływu, L-ornityno-5-monooksygenazy, dwóch zależnych od żelaza receptorów sideroforowych TonB i czynnika Sigma 70. Genom tej bakterii zawiera także dwa inne loci, które mogą być zaangażowane w syntezę sideroforów peptydowych. Jedna grupa 8 genów znajduje się na plazmidzie pAcX50f, a druga (10 genów) na chromosomie i koduje stosunkowo niewielką nierybosomalną syntetazę peptydową oraz kilka pomp wyrzutu (efflux pump), których komponenty wykazują najwyższy stopień identyczności sekwencji z pompami bakterii z gatunku Pseudogulbenkia (klasa β-Proteobacteria). Dwa geny, z których jeden koduje receptor sideroforowy podobny do TonB, wykazują najwyższy stopień identyczności sekwencji z genami A. vinelandii DJ [68].

4. Podsumowanie

Bakterie z rodzaju Azotobacter są przedmiotem wielu badań prowadzonych zarówno w Polsce jak i za granicą. Zainteresowanie tymi bakteriami w dużej mierze związane jest z ich właściwościami, pozwalającymi na wykorzystywanie tych drobnoustrojów w rolnictwie. Dzięki zdolności do wiązania azotu atmosferycznego i udostępniania go roślinom wyższym w formie przyswajalnej, produkcji substancji stymulujących wzrost i rozwój roślin, a także zdolności do produkcji związków hamujących rozwój patogenów, są one wykorzystywane w produkcji doglebowych szczepionek bakteryjnych.

Ponadto, bakterie te są doskonałym wskaźnikiem żyzności gleby, dlatego często wykorzystywane są jako mikroorganizmy modelowe w wielu badaniach. Przez wiele lat identyfikacja tych bakterii opierała się na metodach hodowlanych. Rozwój technik molekularnych umożliwił precyzyjne klasyfikowanie i właściwe identyfikowanie omawianych drobnoustrojów. Obecnie taksonomia Azotobacter spp. opiera się na badaniach wielokierunkowych, które bazują na danych uzyskanych z analizy cech fenotypowych, genomowych, a także z analiz filogenetycznych. Poznanie i porównanie sekwencji genomów A. chroococcum NCIMB 8003 i A. vinelandii DJ przynosi wiele wartościowych informacji, jednocześnie nasuwa wiele pytań, na które odpowiedzi pozwoliłyby zrozumieć ewolucję, różnorodność i miejsce tych bakterii w środowisku. Poznanie sekwencji genomowych innych szczepów A. chroococcum i A. vinelandii z pewnością przyniosłoby wiele korzyści i pozwoliłoby pełniej określić strukturę i właściwości genomów tych bakterii. Niezbędne jest również poznanie sekwencji innych gatunków tego rodzaju, a zwłaszcza A. paspali (bakterii o właściwościach halofilnych).

References


  1. Ahemad M., Kibret M.: Mechanisms and applications of plant growth promoting rhizobacteria: current perspective. J. King Saud. Univ. Sci. 26, 1–20 (2014)
    [CROSSREF]
  2. Anzai Y., Kim H., Park J.Y., Wakabayashi H., Oyaizu H.: Phylogenetic affiliation of the pseudomonads based on 16S rRNA sequence. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 50, 1563–1589 (2000)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  3. Aquilanti L., Favilli F., Clementi F.: Comparison of different strategies for isolation and preliminary identification of Azotobacter from soil samples. Soil Biol. Biochem. 36, 1475–1483 (2004)
    [CROSSREF]
  4. Aquilanti L., Mannazzu I., Papa R., Cavalca L., Clementi F.: Amplified ribosomal DNA restriction analysis for the characterization of Azotobacteraceae: a contribution to the study of these free-living nitrogen-fixing bacteria. J. Microbiol. Methods. 57, 197–206 (2004)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  5. Azcon R., Barea J.M.: Synthesis of auxin, gibberellins and cytokinins by Azotobacter vinelandii and Azotobacter beijerinckii related to effects produced on tomato plants. Plant Soil. 43, 609–619 (1975)
    [CROSSREF]
  6. Bag P.B., Bappa Paramanik P.P, Ashok Choudhury B.M.: Atmospheric nitrogen fixing capacity of Azotobacter Isolate from Cooch Behar and Jalpaiguri Districts Soil of West Bengal, India. Int. J. Curr. Microbiol. Appl. Sci. 6, 1775–1788 (2017)
    [CROSSREF]
  7. Baj J.: Metabolizm (w) Biologia molekularna bakterii, red. J. Baj, Z. Markiewicz, Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, 2007, s. 141
  8. Becking J.H.: The family Azotobacteraceae (w) The Prokaryotes, red. M. Dworkin, S. Falkow, E. Rosenberg, K.H. Schleifer, E. Stackebrandt Stackebrandt, Springer, New York, 2006, p. 759–783
  9. Behl R., Narula N., Vasudeva M., Sato A., Shinano T., Osaki M: Harnessing wheat genotype X Azotobacter strain inter-actions for sustainable wheat production in semi arid tropics. Tropics, 15, 121–133 (2006)
    [CROSSREF]
  10. Beijerinck M.W.: Über ologonitrophile mikroben. Zentralbl. Bakteriol. Parasitenkd. Infektionskr. II Abt. 9, 561–582 (1901)
  11. Brown M., Walker N.: Indolyl-3-acetic acid formation by Azotobacter chroococcum. Plant Soil. 72, 250–253 (1970)
    [CROSSREF]
  12. Clementi F.: Alginate production by Azotobacter vinelandii. Crit. Rev. Biotechnol. 17, 327–361 (1997)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  13. Cornish A.S., Page W.J.: The catecholate siderophores of Azotobacter vinelandii: their affinity for iron and role in oxygen stress management. Microbiology, 144, 1747–1754 (1998)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  14. Dalton H., Postgate J.R.: Effect of oxygen on the growth of Azotobacter chroococcum in batch and continuous culture. J. Gen. Microbiol. 54, 463–473 (1968).
    [PUBMED] [CROSSREF]
  15. Dalton H., Postgate J.R.: Growth and Physiology of Azotobacter chroococcum in continuous culture. J. Gen. Microbiol. 56, 307–319 (1969).
    [PUBMED] [CROSSREF]
  16. Demange P., Wendenbaum S., Bateman A., Dell A., Meyer J.M., Abdallah M.A.: Bacterial siderophores: structures of pyoverdins and related compounds (w) Iron, Siderophores, and Plant Diseases, red. T.R. Swinburne, Plenum Press, New York, 1986, p. 131–147
  17. Döbereiner J.: Azotobacter paspali sp. nov., umabactéria fixadora de nitrogênio na rizosfera dePas-palum. Pesq. Agropec. Bras. 1, 357–365 (1966)
  18. Döbereiner J.: Non-symbiotic nitrogen fixation in tropical soils. Pesq. Agropec. Bras. 3, 1–6 (1968)
  19. Döbereiner J.: Isolation and identification of aerobic nitrogen-fixing bacteria from soil and plants (w) Methods in Applied Soil Microbiology and Biochemistry, red. K. Alef, P. Nannipieri, Academic Press, London, 1995, p. 134–141
  20. Drozd J., Postgate J.R.: Effects of oxygen on acetylene reduction, cytochrome content and respiratory activity of Azotobacter chroococcum. J. Gen. Microbiol. 63, 63–73 (1970)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  21. El-Essawy A.A., El-Sayed M.A., Mohamed Y.A.: Production of cyanocobalamine by Azotobacter chroococcum. Zentralblatt fur Mikrobiologie, 139, 335–342 (1984)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  22. Gacesa P: Bacterial alginate biosynthesis – recent progress and future prospects. Microbiology, 144, 1133–1143 (1998)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  23. Gonzales-Lopez J., Martinez Toledo M.V., Reina S., Salmeron V.: Root exudates of maize on production of auxins, gibberellins, cytokinins, amino acid and vitamins by Azotobacter chroococcum chemically defined media and dialysed soil media. Toxicol. Environ. Chem. 33, 69–78 (1991)
    [CROSSREF]
  24. Howey R.T., Lock C.M., Moore L.V.H.: Subspecies names automatically created by Rule 46. Int. J. Syst. Bacteriol. 40, 317–319 (1990)
    [CROSSREF]
  25. Hussain A., Arshad M., Hussain A., Hussain E.: Response of maize (Zea mays) to Azotobacter inoculation under fertilized and unfertilized conditions. Biol. Fert. Soils. 4, 73–77 (1987)
  26. Jelsbak L., Johansen H.K., Frost A.L., Thogersen R., Thomsen L.E., Ciofu O. i in.: Molecular epidemiology and dynamics of Pseudomonas aeruginosa populations in lungs of cystic fibrosis patients. Infect. Immun. 75, 2214–2224 (2007)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  27. Jensen V., Petersen E.J.: Taxonomic studies on Azotobacter chroococcum Bejierinck and Azotobacter beijerinckii Lipman. J. R. Vet. Agric. Coll. 84, 107–126 (1995)
  28. Jiménez D.J., Montaña J.S., Martínez M.M.: Characterization of free nitrogen fixing bacteria of the genus Azotobacter in organic vegetable-grown Colombian soils. Brazilian Journal of Micro biology, 42, 846–858 (2011)
    [CROSSREF]
  29. Jin H., Wang H., Zhang Y., Hu T., Lin Z., Liu B., Ma J., Wang X., Liu Q., Lin., X., Xie Z.: Description of Azotobacter chroococcum subsp. isscasi subsp. nov. isolated from paddy soil and establishment of Azotobacter chroococcum subsp. chroococcum subsp. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 70, 2124–2131 (2020)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  30. Kelly M.: The kinetics of the reduction of isocyanides, acetylenes and the cyanide ion by nitrogenase preparations from Azotobacter chroococcum and the effects of inhibitors. Biochem. J. 107, 1–6 (1968)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  31. Kelly M.: Some properties of purified nitrogenase of Azotobacter chroococcum. Biochim. Biophys. Acta, 171, 9–22 (1969)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  32. Kennedy C.J., Toukdarian A.: Genetics of Azotobacters: applications to nitrogen fixation and related aspects of metabolism. Ann. Rev. Microbiol. 41, 227–258 (1987)
    [CROSSREF]
  33. Kennedy I.R., Choudhury A.T.M.A., Kecsk’es M.L.: Non-symbiotic bacterial diazotrophs in crop-farming systems: can their potential for plant growth promotion be better exploited? Soil Biol. Biochem. 36, 1229–1244 (2004)
    [CROSSREF]
  34. Kennedy C.J., Rudnick P., MacDonald M.L., Melton T.: Genus III. Azotobacter Beijerinck 1901 (w) Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology: 2: Part B The Gammaproteobacteria, red. G. Garrity, D.J. Brenner, N.R. Kreig, J.R. Staley, Springer, New York, London, 2007 s. 385–409
  35. Kennedy C., Dean D.R., Goodner B., Goldman B., Setubal J., Slater S., Wood D.: Full genome sequence of Azotobacter vinelandii: preliminary analysis (w) Biological Nitrogen Fixation: Towards Poverty Alleviation through Sustainable Agriculture, red. F.D. Dakora, S.B.M. Chimphango, A.J. Valentine, C. Elmerich, W.E. Newton, Springer Science+Business Media B.V., 2008, p. 297–298
  36. Kennedy C., Rudnick P.L.: Azotobacter (w) Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and Bacteria, red. W.B. Whitman, F. Rainey, P. Kämpfer, M.E. Trujillo, J. Chun, Hoboken, Wiley, 2015, p. 1–33
  37. Khosravi H., Dolatabad H.K.: Identification and molecular characterization of Azotobacter chroococcum and Azotobacter salinestris using ARDRA, REP, ERIC, and BOX. Molecular Biology Reports, 47, 307–316 (2020)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  38. Kizilkaya R.: Yield response and nitrogen concentrations of spring wheat (Triticum aestivum) inoculated with Azotobacter chroococcum strains. J. Ecol. Eng. 3, 150–156 (2008)
    [CROSSREF]
  39. Krasil’nikov N.A.: Guide to the bacteria and actinomycetes, red. Akademia Nauk SSSR, Moscow, 1949.
  40. Krawczyk B.: Diagnostyka molekularna w zakażeniach szpitalnych. Post. Mikrobiol., 46, 367–378 (2007)
  41. Lenart A.: Occurrence, characteristics, and genetic diversity of Azotobacter chroococcum in various soils of southern Poland. Pol. J. Environ. Stud. 21, 415–424 (2012)
  42. Lenart-Boroń A.M., Wolny-Koładka K.A., Boroń P.M., Mitka J.R.: The molecular marker-based comparison of Azotobacter spp. populations isolated from industrial soils of Cracow-Nowa Huta steelworks (southern Poland) and the adjacent agricultural soils. J. Environ. Sci. Health, Part A, 49, 1054–1063 (2014).
    [CROSSREF]
  43. Lipman J.G.: Experiments on the transformation and fixation of nitrogen by bacteria. Report on the New Jersey Agricultural Experiment Station, 24, 217–285 (1903)
  44. Lipman J.G.: Soil bacteriological studies. Further contributions to the physiology and morphology of members of the Azotobacter group. Report on the New Jersey Agricultural Experiment Station, 25, 237–289 (1904)
  45. Liu L., Yuan T., An Q., Yang M., Mao X., Mo C., Tan Z., Peng G.: Azotobacter bryophylli sp. nov., isolated from the succulent plant Bryophyllum pinnatum. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 69, 1986–1922 (2019)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  46. Maia M., Sanchez J.M., Vela G.R.: Plasmids of Azotobacter vinelandii. J. Bacteriol. 170, 1984–1985 (1988)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  47. Martinez Toledo M.V., Moreno J., De la Rubia T., Gonzalez-Lopez J.: Root exudates of Zea mays and production of auxins, gibberellins and cytokinins by Azotobacter chroococcum. Plant Soil. 110, 149–152 (1989)
    [CROSSREF]
  48. Martyniuk S., Martyniuk M.: Occurrence of Azotobacter spp. in some Polish soils. Pol. J. Envir. Stud., 12, 371–374 (2003)
  49. Martyniuk S.: Znaczenie procesu biologicznego wiązania azotu atmosferycznego w rolnictwie ekologicznym. J. Res. Appl. Agric. Eng. 53(4), 9–14 (2008)
  50. Marwa S. Abdel-Hamid, Elbaz A.F., Ragab A.A., Hamza H.A., El Halafawy K.A.: Identyfication and characterization of Azotobacter chroococcum isolated from some Egyptian soils. J. Agric. Chem. and Biotechn. 1, 93–104 (2010).
  51. Mazinani Z., Asgharzadeh A.: Genetic diversity of Azotobacter strains isolated from soils by amplified ribosomal DNA restriction analysis. Cytol. Genet. 48, 293–301 (2014)
    [CROSSREF]
  52. Neilands J.B.: Siderophores: structure and function of microbial iron transport compounds. J. Biol. Chem. 45, 26723–26726 (1995)
    [CROSSREF]
  53. Noar J.D., Bruno-Bárcena J.M.: Azotobacter vinelandii: the source of 100 years of discoveries and many more to come. Microbiology, 164, 421–436 (2018)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  54. Obele I.I., Danladi M.M., Akwashiki O., Owuna G., Peter O.E., Obiekezie S., Paul T., Kenneth E.I., Olokunle A.A.: Isolation, identification and screening for nitrogen fixing activities by Azotobacter chroococcum isolated from soil of Keffi, Nigeria as agent for bio-fertilizer production. Frontiers in Environmental Microbiology, 5, 70–76 (2019)
    [CROSSREF]
  55. Özen A.I., Ussery D.W.: Defining the Pseudomonas genus: where do we draw the line with Azotobacter? Microb. Ecol. 63, 239–248 (2012)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  56. Page W., Shivprasad S.: Azotobacter salinestris sp. nov., a sodium-dependent, microaerophilic, and aeroadaptive nitrogen-fixing bacterium. Int. J. Syst. Bacteriol. 41, 369–376 (1991)
    [CROSSREF]
  57. Page W.J., Tindale A., Chandra M., Kwon E.: Alginate formation in Azotobacter vinelandii UWD during stationary phase and the turnover of poly-β-hydroxybutyrate. Microbiology, 147, 483–490 (2001)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  58. Palleroni N.J.: Genus I. Pseudomonas Migula 1894, 237AL (w) Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, red. D.J. Brenner, N.R. Krieg, J.T. Staley, G.M. Garrity, D.R. Boone, P. Vos i in., Sprinber, Boston, 2005
  59. Paul E.A., Clark F.E.: Mikrobiologia i biochemia gleb, red. M. Jędrych, Wydawnictwo Uniwersytetu Marii Curie-Skłodowskiej, Lublin, 2000, s. 400
  60. Peciña A., Pascual A., Paneque A.: Cloning and expression of the algL gene, encoding the Azotobacter chroococcum alginate lyase: purification and characterization of the enzyme. J. Bacteriol. 181, 1409–1414 (1999)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  61. Pettinari M.J., Vazquez M.J., Silberschmidt D., Rehm B., Steinhel A., Mendez B.S.: Poly (3-hydroxybutyrate) synthesis genes in Azotobacter sp. strain FA8. Appl. Environ. Microbiol. 67, 5331–5334 (2001)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  62. Ramos J.L., Robson R.L.: Lesions in citrate synthase that affect aerobic nitrogen fixation by Azotobacter chroococcum. J. Bacteriol. 162, 746–751 (1985)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  63. Rankin D.J., Rocha E.P.C., Brown S.P.: What traits are carried on mobile genetic elements and why? Heredity, 106, 1–10 (2011)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  64. Rediers H., Vanderleyden J., De Mot R.: Azotobacter vinelandii: A Pseudomonas in disguise? Microbiology, 150, 1117–1119 (2004)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  65. Robson R.L.: Characterization of an oxygen-stable nitrogenase complex isolated from Azotobacter chroococcum. Biochem. J. 181, 569–575 (1979)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  66. Robson R.L., Eady R.R., Richardson T.H., Miller R.W., Hawkins M., Postgate J.R.: The alternative nitrogenase of Azotobacter chroococcum, is a vanadium enzyme. Nature, 322, 388–390 (1986)
    [CROSSREF]
  67. Robson R.L., Woodley P.R., Pau R.N., Eady R.R.: Structural genes for the vanadium nitrogenase from Azotobacter chroococcum. EMBO J. 8, 1217–1224 (1989)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  68. Robson R.L., Jones R., Robson R.M., Schwartz A., Richardson T.H.: Azotobacter Genomes: The Genome of Azotobacter chroococcum NCIMB 8003 (ATCC 4412). PLOS ONE, 10, 1–35 (2015)
    [CROSSREF]
  69. Rubio E.J., Montecchia M.S., Tosi M., Cassán F.D., Perticari A., Correa O.S.: Genotypic characterization of Azotobacteria isolated from Argentinean soils and plant-growth-promoting traits of selected strains with prospects for biofertilizer production. Sci. World. J., 1–12 (2013)
    [CROSSREF]
  70. Salmeron V., Martinez Toledo M.V., Gonzalez-Lopez J.: Nitrogen fixation and production of auxins, gibberellins and cytokinin by Azotobacter chroococcum strain isolated from root of Zea mays in presence of insoluble phosphate. Chemosphere, 20, 417–422 (1990)
    [CROSSREF]
  71. Saude N., Cheze-Lange H., Beunard D., Dhulster P., Guillochon D., Caze A.M., Morcellet M., Junter G.A.: Alginate production by Azotobacter vinelandii in a membrane bioreactor. Process Biochem. 38, 273–278 (2002)
    [CROSSREF]
  72. Segura D., Cruz T., Espin G.: Encystment and alkylresorcinol production by Azotobacter vinelandii strains impaired in poly-beta-hydroxybutyrate synthesis. Arch. Microbiol. 179, 4370–443 (2003)
    [CROSSREF]
  73. Setubal J.C., Wood D. i wsp.: Genome sequence of Azotobacter vinelandii, an obligate aerobe specialized to support diverse anaerobic metabolic processes. J. Bacteriol. 191, 4534–4545 (2009)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  74. Setubal J.C., Almeida N.F.: The Azotobacter vinelandii genome: an update (w) Biological Nitrogen Fixation vol. 1, red. B.J. de Bruijn, John Wiley & Sons, New Jersey, 2015, p. 225–234.
  75. Shapiro J.A.: Transposable elements as the key to a 21st century view of evolution. Genetica, 107, 171–179 (1999)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  76. Skerman V.B.D., McGowan V., Sneath P.H.A.: Approved Lists of bacterial names. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 30, 225–420 (1980)
    [CROSSREF]
  77. Smith N.R.: The occurrence of a strain of Azotobacter chroococcum which does not ferment mannitol. J. Bacteriol. 30, 323–328 (1935)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  78. Steinberg R.A.: Applicability of nutrient-solution purification to the study of trace-element requirements of Rhizobium and Azotobacter. J.Agric. Res. 57, 461–476 (1938)
  79. Stevenson L.H., Socolofsky M.D.: Cyst formation and poly-β-hydroxybutyric acid accumulation in Azotobacter. J. Bacteriol. 91, 304–310 (1966)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  80. Stockdale H., Ribbons D.W., Dawes E.A.: Occurrence of poly-beta hydroxybutyrate in the Azotobacteraceae. J Bacteriol. 95, 1798–803 (1968)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  81. Tanabe T., Funahashi T., Nakao H., Miyoshi S., Shinoda S., Yamamoto S.: Identification and characterization of genes required for biosynthesis and transport of the siderophore vibrioferrin in Vibrio parahaemolyticus. J Bacteriol. 185, 6938–6949 (2003)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  82. Tchan Y.T., New P.B.: Azotobacteraceae (w) Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology Vol. 1, red. Kreig N.R., Holt J.G., Williams and Wilkins, Baltimore, 1984, s. 220–229
  83. Tejera N., Lluch C., Martinez-Toledo M.V., Gonzalez-Lopez J.: Isolation and characterization on Azotobacter and Azospirillum strains from the sugarcane rhizosphere. Plant Soil. 270, 223–232 (2005)
    [CROSSREF]
  84. Thompson J.P., Skerman V.B.D.: Azotobacteraceae: The Taxonomy and Ecology of the Aerobic Nitrogen-Fixing Bacteria. Academic Press London, New York, Toronto, Sydney, San Francisco, 1979
  85. Tindale A.E., Mehrotra M., Ottem D., Page W.J.: Dual regulation of catecholate siderophore biosynthesis in Azotobacter vinelandii by iron and oxidative stress. Microbiology, 146, 1617–1626 (2000)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  86. Torrents E.: Ribonucleotide reductases: essential enzymes for bacterial life. Frontiers Cell Infect Microbiol. 4, 1–9 (2014)
    [CROSSREF]
  87. Touchon M., Rocha E.P.C.: The small, slow and specialised CRISPR and anti-CRISPR of Escherichia and Salmonella. PLOS ONE, 5, 1–14 (2010)
    [CROSSREF]
  88. Yan Y., Yang J., Dou Y., Chen M., Ping S., Peng J. i in.: Nitrogen fixation island and rhizosphere competence traits in the genome of root-associated Pseudomonas stutzeri A1501. Proc. Natl. Acad. Sci USA, 105, 7564–7569 (2008)
    [CROSSREF]
  89. Yates MG, Planqué K.: Nitrogenase from Azotobacter chroococcum. Eur. J. Biochem. 60, 467–476 (1975)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  90. Young J.M., Park D.C.: Probable synonymy of the nitrogen-fixing genus Azotobacter and the genus Pseudomonas. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 57, 2894–2901 (2007)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  91. Zhang Y., Rodionov D.A., Gelfand M.S., Gladyshev V.N.: Comparative genomic analysis of nickel, cobalt and vitamin B12 utilization. BMC Genomics, 10, 78 (2009)
    [CROSSREF]
XML PDF Share

FIGURES & TABLES

REFERENCES

  1. Ahemad M., Kibret M.: Mechanisms and applications of plant growth promoting rhizobacteria: current perspective. J. King Saud. Univ. Sci. 26, 1–20 (2014)
    [CROSSREF]
  2. Anzai Y., Kim H., Park J.Y., Wakabayashi H., Oyaizu H.: Phylogenetic affiliation of the pseudomonads based on 16S rRNA sequence. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 50, 1563–1589 (2000)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  3. Aquilanti L., Favilli F., Clementi F.: Comparison of different strategies for isolation and preliminary identification of Azotobacter from soil samples. Soil Biol. Biochem. 36, 1475–1483 (2004)
    [CROSSREF]
  4. Aquilanti L., Mannazzu I., Papa R., Cavalca L., Clementi F.: Amplified ribosomal DNA restriction analysis for the characterization of Azotobacteraceae: a contribution to the study of these free-living nitrogen-fixing bacteria. J. Microbiol. Methods. 57, 197–206 (2004)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  5. Azcon R., Barea J.M.: Synthesis of auxin, gibberellins and cytokinins by Azotobacter vinelandii and Azotobacter beijerinckii related to effects produced on tomato plants. Plant Soil. 43, 609–619 (1975)
    [CROSSREF]
  6. Bag P.B., Bappa Paramanik P.P, Ashok Choudhury B.M.: Atmospheric nitrogen fixing capacity of Azotobacter Isolate from Cooch Behar and Jalpaiguri Districts Soil of West Bengal, India. Int. J. Curr. Microbiol. Appl. Sci. 6, 1775–1788 (2017)
    [CROSSREF]
  7. Baj J.: Metabolizm (w) Biologia molekularna bakterii, red. J. Baj, Z. Markiewicz, Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, 2007, s. 141
  8. Becking J.H.: The family Azotobacteraceae (w) The Prokaryotes, red. M. Dworkin, S. Falkow, E. Rosenberg, K.H. Schleifer, E. Stackebrandt Stackebrandt, Springer, New York, 2006, p. 759–783
  9. Behl R., Narula N., Vasudeva M., Sato A., Shinano T., Osaki M: Harnessing wheat genotype X Azotobacter strain inter-actions for sustainable wheat production in semi arid tropics. Tropics, 15, 121–133 (2006)
    [CROSSREF]
  10. Beijerinck M.W.: Über ologonitrophile mikroben. Zentralbl. Bakteriol. Parasitenkd. Infektionskr. II Abt. 9, 561–582 (1901)
  11. Brown M., Walker N.: Indolyl-3-acetic acid formation by Azotobacter chroococcum. Plant Soil. 72, 250–253 (1970)
    [CROSSREF]
  12. Clementi F.: Alginate production by Azotobacter vinelandii. Crit. Rev. Biotechnol. 17, 327–361 (1997)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  13. Cornish A.S., Page W.J.: The catecholate siderophores of Azotobacter vinelandii: their affinity for iron and role in oxygen stress management. Microbiology, 144, 1747–1754 (1998)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  14. Dalton H., Postgate J.R.: Effect of oxygen on the growth of Azotobacter chroococcum in batch and continuous culture. J. Gen. Microbiol. 54, 463–473 (1968).
    [PUBMED] [CROSSREF]
  15. Dalton H., Postgate J.R.: Growth and Physiology of Azotobacter chroococcum in continuous culture. J. Gen. Microbiol. 56, 307–319 (1969).
    [PUBMED] [CROSSREF]
  16. Demange P., Wendenbaum S., Bateman A., Dell A., Meyer J.M., Abdallah M.A.: Bacterial siderophores: structures of pyoverdins and related compounds (w) Iron, Siderophores, and Plant Diseases, red. T.R. Swinburne, Plenum Press, New York, 1986, p. 131–147
  17. Döbereiner J.: Azotobacter paspali sp. nov., umabactéria fixadora de nitrogênio na rizosfera dePas-palum. Pesq. Agropec. Bras. 1, 357–365 (1966)
  18. Döbereiner J.: Non-symbiotic nitrogen fixation in tropical soils. Pesq. Agropec. Bras. 3, 1–6 (1968)
  19. Döbereiner J.: Isolation and identification of aerobic nitrogen-fixing bacteria from soil and plants (w) Methods in Applied Soil Microbiology and Biochemistry, red. K. Alef, P. Nannipieri, Academic Press, London, 1995, p. 134–141
  20. Drozd J., Postgate J.R.: Effects of oxygen on acetylene reduction, cytochrome content and respiratory activity of Azotobacter chroococcum. J. Gen. Microbiol. 63, 63–73 (1970)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  21. El-Essawy A.A., El-Sayed M.A., Mohamed Y.A.: Production of cyanocobalamine by Azotobacter chroococcum. Zentralblatt fur Mikrobiologie, 139, 335–342 (1984)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  22. Gacesa P: Bacterial alginate biosynthesis – recent progress and future prospects. Microbiology, 144, 1133–1143 (1998)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  23. Gonzales-Lopez J., Martinez Toledo M.V., Reina S., Salmeron V.: Root exudates of maize on production of auxins, gibberellins, cytokinins, amino acid and vitamins by Azotobacter chroococcum chemically defined media and dialysed soil media. Toxicol. Environ. Chem. 33, 69–78 (1991)
    [CROSSREF]
  24. Howey R.T., Lock C.M., Moore L.V.H.: Subspecies names automatically created by Rule 46. Int. J. Syst. Bacteriol. 40, 317–319 (1990)
    [CROSSREF]
  25. Hussain A., Arshad M., Hussain A., Hussain E.: Response of maize (Zea mays) to Azotobacter inoculation under fertilized and unfertilized conditions. Biol. Fert. Soils. 4, 73–77 (1987)
  26. Jelsbak L., Johansen H.K., Frost A.L., Thogersen R., Thomsen L.E., Ciofu O. i in.: Molecular epidemiology and dynamics of Pseudomonas aeruginosa populations in lungs of cystic fibrosis patients. Infect. Immun. 75, 2214–2224 (2007)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  27. Jensen V., Petersen E.J.: Taxonomic studies on Azotobacter chroococcum Bejierinck and Azotobacter beijerinckii Lipman. J. R. Vet. Agric. Coll. 84, 107–126 (1995)
  28. Jiménez D.J., Montaña J.S., Martínez M.M.: Characterization of free nitrogen fixing bacteria of the genus Azotobacter in organic vegetable-grown Colombian soils. Brazilian Journal of Micro biology, 42, 846–858 (2011)
    [CROSSREF]
  29. Jin H., Wang H., Zhang Y., Hu T., Lin Z., Liu B., Ma J., Wang X., Liu Q., Lin., X., Xie Z.: Description of Azotobacter chroococcum subsp. isscasi subsp. nov. isolated from paddy soil and establishment of Azotobacter chroococcum subsp. chroococcum subsp. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 70, 2124–2131 (2020)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  30. Kelly M.: The kinetics of the reduction of isocyanides, acetylenes and the cyanide ion by nitrogenase preparations from Azotobacter chroococcum and the effects of inhibitors. Biochem. J. 107, 1–6 (1968)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  31. Kelly M.: Some properties of purified nitrogenase of Azotobacter chroococcum. Biochim. Biophys. Acta, 171, 9–22 (1969)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  32. Kennedy C.J., Toukdarian A.: Genetics of Azotobacters: applications to nitrogen fixation and related aspects of metabolism. Ann. Rev. Microbiol. 41, 227–258 (1987)
    [CROSSREF]
  33. Kennedy I.R., Choudhury A.T.M.A., Kecsk’es M.L.: Non-symbiotic bacterial diazotrophs in crop-farming systems: can their potential for plant growth promotion be better exploited? Soil Biol. Biochem. 36, 1229–1244 (2004)
    [CROSSREF]
  34. Kennedy C.J., Rudnick P., MacDonald M.L., Melton T.: Genus III. Azotobacter Beijerinck 1901 (w) Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology: 2: Part B The Gammaproteobacteria, red. G. Garrity, D.J. Brenner, N.R. Kreig, J.R. Staley, Springer, New York, London, 2007 s. 385–409
  35. Kennedy C., Dean D.R., Goodner B., Goldman B., Setubal J., Slater S., Wood D.: Full genome sequence of Azotobacter vinelandii: preliminary analysis (w) Biological Nitrogen Fixation: Towards Poverty Alleviation through Sustainable Agriculture, red. F.D. Dakora, S.B.M. Chimphango, A.J. Valentine, C. Elmerich, W.E. Newton, Springer Science+Business Media B.V., 2008, p. 297–298
  36. Kennedy C., Rudnick P.L.: Azotobacter (w) Bergey’s Manual of Systematics of Archaea and Bacteria, red. W.B. Whitman, F. Rainey, P. Kämpfer, M.E. Trujillo, J. Chun, Hoboken, Wiley, 2015, p. 1–33
  37. Khosravi H., Dolatabad H.K.: Identification and molecular characterization of Azotobacter chroococcum and Azotobacter salinestris using ARDRA, REP, ERIC, and BOX. Molecular Biology Reports, 47, 307–316 (2020)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  38. Kizilkaya R.: Yield response and nitrogen concentrations of spring wheat (Triticum aestivum) inoculated with Azotobacter chroococcum strains. J. Ecol. Eng. 3, 150–156 (2008)
    [CROSSREF]
  39. Krasil’nikov N.A.: Guide to the bacteria and actinomycetes, red. Akademia Nauk SSSR, Moscow, 1949.
  40. Krawczyk B.: Diagnostyka molekularna w zakażeniach szpitalnych. Post. Mikrobiol., 46, 367–378 (2007)
  41. Lenart A.: Occurrence, characteristics, and genetic diversity of Azotobacter chroococcum in various soils of southern Poland. Pol. J. Environ. Stud. 21, 415–424 (2012)
  42. Lenart-Boroń A.M., Wolny-Koładka K.A., Boroń P.M., Mitka J.R.: The molecular marker-based comparison of Azotobacter spp. populations isolated from industrial soils of Cracow-Nowa Huta steelworks (southern Poland) and the adjacent agricultural soils. J. Environ. Sci. Health, Part A, 49, 1054–1063 (2014).
    [CROSSREF]
  43. Lipman J.G.: Experiments on the transformation and fixation of nitrogen by bacteria. Report on the New Jersey Agricultural Experiment Station, 24, 217–285 (1903)
  44. Lipman J.G.: Soil bacteriological studies. Further contributions to the physiology and morphology of members of the Azotobacter group. Report on the New Jersey Agricultural Experiment Station, 25, 237–289 (1904)
  45. Liu L., Yuan T., An Q., Yang M., Mao X., Mo C., Tan Z., Peng G.: Azotobacter bryophylli sp. nov., isolated from the succulent plant Bryophyllum pinnatum. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 69, 1986–1922 (2019)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  46. Maia M., Sanchez J.M., Vela G.R.: Plasmids of Azotobacter vinelandii. J. Bacteriol. 170, 1984–1985 (1988)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  47. Martinez Toledo M.V., Moreno J., De la Rubia T., Gonzalez-Lopez J.: Root exudates of Zea mays and production of auxins, gibberellins and cytokinins by Azotobacter chroococcum. Plant Soil. 110, 149–152 (1989)
    [CROSSREF]
  48. Martyniuk S., Martyniuk M.: Occurrence of Azotobacter spp. in some Polish soils. Pol. J. Envir. Stud., 12, 371–374 (2003)
  49. Martyniuk S.: Znaczenie procesu biologicznego wiązania azotu atmosferycznego w rolnictwie ekologicznym. J. Res. Appl. Agric. Eng. 53(4), 9–14 (2008)
  50. Marwa S. Abdel-Hamid, Elbaz A.F., Ragab A.A., Hamza H.A., El Halafawy K.A.: Identyfication and characterization of Azotobacter chroococcum isolated from some Egyptian soils. J. Agric. Chem. and Biotechn. 1, 93–104 (2010).
  51. Mazinani Z., Asgharzadeh A.: Genetic diversity of Azotobacter strains isolated from soils by amplified ribosomal DNA restriction analysis. Cytol. Genet. 48, 293–301 (2014)
    [CROSSREF]
  52. Neilands J.B.: Siderophores: structure and function of microbial iron transport compounds. J. Biol. Chem. 45, 26723–26726 (1995)
    [CROSSREF]
  53. Noar J.D., Bruno-Bárcena J.M.: Azotobacter vinelandii: the source of 100 years of discoveries and many more to come. Microbiology, 164, 421–436 (2018)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  54. Obele I.I., Danladi M.M., Akwashiki O., Owuna G., Peter O.E., Obiekezie S., Paul T., Kenneth E.I., Olokunle A.A.: Isolation, identification and screening for nitrogen fixing activities by Azotobacter chroococcum isolated from soil of Keffi, Nigeria as agent for bio-fertilizer production. Frontiers in Environmental Microbiology, 5, 70–76 (2019)
    [CROSSREF]
  55. Özen A.I., Ussery D.W.: Defining the Pseudomonas genus: where do we draw the line with Azotobacter? Microb. Ecol. 63, 239–248 (2012)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  56. Page W., Shivprasad S.: Azotobacter salinestris sp. nov., a sodium-dependent, microaerophilic, and aeroadaptive nitrogen-fixing bacterium. Int. J. Syst. Bacteriol. 41, 369–376 (1991)
    [CROSSREF]
  57. Page W.J., Tindale A., Chandra M., Kwon E.: Alginate formation in Azotobacter vinelandii UWD during stationary phase and the turnover of poly-β-hydroxybutyrate. Microbiology, 147, 483–490 (2001)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  58. Palleroni N.J.: Genus I. Pseudomonas Migula 1894, 237AL (w) Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, red. D.J. Brenner, N.R. Krieg, J.T. Staley, G.M. Garrity, D.R. Boone, P. Vos i in., Sprinber, Boston, 2005
  59. Paul E.A., Clark F.E.: Mikrobiologia i biochemia gleb, red. M. Jędrych, Wydawnictwo Uniwersytetu Marii Curie-Skłodowskiej, Lublin, 2000, s. 400
  60. Peciña A., Pascual A., Paneque A.: Cloning and expression of the algL gene, encoding the Azotobacter chroococcum alginate lyase: purification and characterization of the enzyme. J. Bacteriol. 181, 1409–1414 (1999)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  61. Pettinari M.J., Vazquez M.J., Silberschmidt D., Rehm B., Steinhel A., Mendez B.S.: Poly (3-hydroxybutyrate) synthesis genes in Azotobacter sp. strain FA8. Appl. Environ. Microbiol. 67, 5331–5334 (2001)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  62. Ramos J.L., Robson R.L.: Lesions in citrate synthase that affect aerobic nitrogen fixation by Azotobacter chroococcum. J. Bacteriol. 162, 746–751 (1985)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  63. Rankin D.J., Rocha E.P.C., Brown S.P.: What traits are carried on mobile genetic elements and why? Heredity, 106, 1–10 (2011)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  64. Rediers H., Vanderleyden J., De Mot R.: Azotobacter vinelandii: A Pseudomonas in disguise? Microbiology, 150, 1117–1119 (2004)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  65. Robson R.L.: Characterization of an oxygen-stable nitrogenase complex isolated from Azotobacter chroococcum. Biochem. J. 181, 569–575 (1979)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  66. Robson R.L., Eady R.R., Richardson T.H., Miller R.W., Hawkins M., Postgate J.R.: The alternative nitrogenase of Azotobacter chroococcum, is a vanadium enzyme. Nature, 322, 388–390 (1986)
    [CROSSREF]
  67. Robson R.L., Woodley P.R., Pau R.N., Eady R.R.: Structural genes for the vanadium nitrogenase from Azotobacter chroococcum. EMBO J. 8, 1217–1224 (1989)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  68. Robson R.L., Jones R., Robson R.M., Schwartz A., Richardson T.H.: Azotobacter Genomes: The Genome of Azotobacter chroococcum NCIMB 8003 (ATCC 4412). PLOS ONE, 10, 1–35 (2015)
    [CROSSREF]
  69. Rubio E.J., Montecchia M.S., Tosi M., Cassán F.D., Perticari A., Correa O.S.: Genotypic characterization of Azotobacteria isolated from Argentinean soils and plant-growth-promoting traits of selected strains with prospects for biofertilizer production. Sci. World. J., 1–12 (2013)
    [CROSSREF]
  70. Salmeron V., Martinez Toledo M.V., Gonzalez-Lopez J.: Nitrogen fixation and production of auxins, gibberellins and cytokinin by Azotobacter chroococcum strain isolated from root of Zea mays in presence of insoluble phosphate. Chemosphere, 20, 417–422 (1990)
    [CROSSREF]
  71. Saude N., Cheze-Lange H., Beunard D., Dhulster P., Guillochon D., Caze A.M., Morcellet M., Junter G.A.: Alginate production by Azotobacter vinelandii in a membrane bioreactor. Process Biochem. 38, 273–278 (2002)
    [CROSSREF]
  72. Segura D., Cruz T., Espin G.: Encystment and alkylresorcinol production by Azotobacter vinelandii strains impaired in poly-beta-hydroxybutyrate synthesis. Arch. Microbiol. 179, 4370–443 (2003)
    [CROSSREF]
  73. Setubal J.C., Wood D. i wsp.: Genome sequence of Azotobacter vinelandii, an obligate aerobe specialized to support diverse anaerobic metabolic processes. J. Bacteriol. 191, 4534–4545 (2009)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  74. Setubal J.C., Almeida N.F.: The Azotobacter vinelandii genome: an update (w) Biological Nitrogen Fixation vol. 1, red. B.J. de Bruijn, John Wiley & Sons, New Jersey, 2015, p. 225–234.
  75. Shapiro J.A.: Transposable elements as the key to a 21st century view of evolution. Genetica, 107, 171–179 (1999)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  76. Skerman V.B.D., McGowan V., Sneath P.H.A.: Approved Lists of bacterial names. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 30, 225–420 (1980)
    [CROSSREF]
  77. Smith N.R.: The occurrence of a strain of Azotobacter chroococcum which does not ferment mannitol. J. Bacteriol. 30, 323–328 (1935)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  78. Steinberg R.A.: Applicability of nutrient-solution purification to the study of trace-element requirements of Rhizobium and Azotobacter. J.Agric. Res. 57, 461–476 (1938)
  79. Stevenson L.H., Socolofsky M.D.: Cyst formation and poly-β-hydroxybutyric acid accumulation in Azotobacter. J. Bacteriol. 91, 304–310 (1966)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  80. Stockdale H., Ribbons D.W., Dawes E.A.: Occurrence of poly-beta hydroxybutyrate in the Azotobacteraceae. J Bacteriol. 95, 1798–803 (1968)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  81. Tanabe T., Funahashi T., Nakao H., Miyoshi S., Shinoda S., Yamamoto S.: Identification and characterization of genes required for biosynthesis and transport of the siderophore vibrioferrin in Vibrio parahaemolyticus. J Bacteriol. 185, 6938–6949 (2003)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  82. Tchan Y.T., New P.B.: Azotobacteraceae (w) Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology Vol. 1, red. Kreig N.R., Holt J.G., Williams and Wilkins, Baltimore, 1984, s. 220–229
  83. Tejera N., Lluch C., Martinez-Toledo M.V., Gonzalez-Lopez J.: Isolation and characterization on Azotobacter and Azospirillum strains from the sugarcane rhizosphere. Plant Soil. 270, 223–232 (2005)
    [CROSSREF]
  84. Thompson J.P., Skerman V.B.D.: Azotobacteraceae: The Taxonomy and Ecology of the Aerobic Nitrogen-Fixing Bacteria. Academic Press London, New York, Toronto, Sydney, San Francisco, 1979
  85. Tindale A.E., Mehrotra M., Ottem D., Page W.J.: Dual regulation of catecholate siderophore biosynthesis in Azotobacter vinelandii by iron and oxidative stress. Microbiology, 146, 1617–1626 (2000)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  86. Torrents E.: Ribonucleotide reductases: essential enzymes for bacterial life. Frontiers Cell Infect Microbiol. 4, 1–9 (2014)
    [CROSSREF]
  87. Touchon M., Rocha E.P.C.: The small, slow and specialised CRISPR and anti-CRISPR of Escherichia and Salmonella. PLOS ONE, 5, 1–14 (2010)
    [CROSSREF]
  88. Yan Y., Yang J., Dou Y., Chen M., Ping S., Peng J. i in.: Nitrogen fixation island and rhizosphere competence traits in the genome of root-associated Pseudomonas stutzeri A1501. Proc. Natl. Acad. Sci USA, 105, 7564–7569 (2008)
    [CROSSREF]
  89. Yates MG, Planqué K.: Nitrogenase from Azotobacter chroococcum. Eur. J. Biochem. 60, 467–476 (1975)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  90. Young J.M., Park D.C.: Probable synonymy of the nitrogen-fixing genus Azotobacter and the genus Pseudomonas. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 57, 2894–2901 (2007)
    [PUBMED] [CROSSREF]
  91. Zhang Y., Rodionov D.A., Gelfand M.S., Gladyshev V.N.: Comparative genomic analysis of nickel, cobalt and vitamin B12 utilization. BMC Genomics, 10, 78 (2009)
    [CROSSREF]

EXTRA FILES

COMMENTS